Клоссовский Б. Н. - Циркуляция крови в мозгу

Прежде всего укажем на метод прижизненной окраски, предложенный Кэмпбеллом (1938). Животному под наркозом в вену нижней конечности инъицируется 14% chiorosol sky blue, растворенная в дестиллиро-ванной воде. Введение краски продолжается вплоть до смерти животного, которая обычно наступает через 10—15 минут после начала инъекции. В течение всего этого времени кровь вместе с краской проходит в мозг и окрашивает стенки сосудов, а также содержащуюся в сосудах плазму, которую частично замещает.

Достоинство этого метода заключается в том, что он дает возможность составить представление о количестве капилляров в мозгу, открытых к моменту смерти животного. Кроме того, он дает возможность сравнительной оценки диаметра капилляров в различных участках мозга, так как в каждый данный момент и момент смерти все капилляры мозга находятся в одних и тех же условиях асфиксии определенной степени. Ограниченность использования этого метода заключается в том, что его можно применять лишь на лабораторных животных.

Наибольшее количество методов выявления мозговых сосудов основано на окраске бензидином красных кровяных шариков, оставшихся в сосудах после смерти животного или человека. Все эти методы с многочисленными модификациями [Пиквортс, 1934—1937; Сьестранд (Sjo-strand), 1934; Кэмпбелл, Александер и Путнем, 1938; Дохерти, Шу и Александер (Doherty, Shu, Alexander), 1938, и т. д.] дают возможность получения сосудистых образцов мозга на нормальном и патологическом материале человека и животных.

Однако, значительно расширяя по сравнению с методом инъекции представления о строении и функциональном состоянии сосудистой сети мозга, эти методы имеют и свои недостатки. Главнейший из них заключается в том, что эти методы все же в основном являются количественными, т. е. дают возможность судить о количестве заполненных к моменту смерти сосудов и капилляров.

Окраска эритроцитов без окраски плазмы сосуда искажает представление об истинной величине просвета его. Это с особой отчетливостью выступает в тех случаях, когда сосуды мозга содержат мало крови и при окраске эритроцитов последние располагаются в виде редких цепочек. Такого рода «пунктирное» расположение эритроцитов безусловно создает неправильное представление о сужении сосуда, хотя, наряду с малым количеством эритроцитов, в сосуде и капилляре может содержаться достаточное количество плазмы и действительный просвет сосуда будет шире полученного на препарате. Это положение находит свое подтверждение на препаратах, приготовленных из патологического материала, когда окрашивается и патологически измененная стенка сосуда. На этих препаратах отчетливо видно, что подлинный просвет сосуда намного превышает просвет его, если о нем судить лишь по количеству содержащихся в нем эритроцитов.

В заключение упомянем о методе, предложенном Экштейном (Eckstein, 1935), заключающемся в предварительной инъекции сосудистой системы мозга кровью с последующей окраской ее каким-либо из методов выявления остаточной крови.

В ряде работ, предпринятых нами и сотрудниками нашей лаборатории, по изучению сосудистой сети при различных физиологических и патологических состояниях мозга, вызванных у животного эксперимен тальным путем, мы подошли к решению интересовавших нас вопросов применением целого ряда методов выявления сосудов мозгового вещества.

Метод получения коррозионных препаратов сосудистой сети мозга, налитой полиметилметакрилатом, использованный в уже упоминавшейся работе Е. В. Капустиной, оказался эффективным лишь при изучении анатомического распределения сосудов в мягкой мозговой оболочке.

Для изучения сосудистой сети мозгового вещества мы использовали метод прижизненной инъекции по Кэмпбеллу, метод окраски остаточной крови по Эросу, предложенную нами методику серебряной импрегнации сосудистой стенки и метод Масона.

Метод Эроса (1941), употреблявшийся нами для выявления крови, оставшейся в сосудисто-капиллярной сети мозга после смерти животного, сводится к окраске эритроцитов кислым фуксином. Обладая недостатками всех методов подобного рода, этот метод имеет в то же время и ряд преимуществ, заключающихся в следующем:

1. он пригоден для работы на материале различной длительности

   формалиновой фиксации — от самой свежей до фиксации, продолжав

   шейся годы;

2. допускает работу на замороженных, целлоидиновых и парафи

   новых срезах;

3. основное преимущество этого метода (как было пока

   зано в наших уже опубликованных работах) заключается в том, что

   окраска кислым фуксином до известной степени отражает функциональ

   ное состояние мозгового вещества, вызванное у животного перед его

   смертью.

Особенно отчетливо это выявляется в тех случаях, когда в мозгу имеются те или другие изменения, связанные с нарушением водного обмена.

При окраске кислым фуксином мозга нормального животного, убитого декапитацией, выявляются все сосуды, содержащие красные кровяные шарики. Сосуды располагаются на совершенно бесцветном фоне, причем ни один элемент нервной ткани фуксином не окрашивается. Другая картина наблюдается в случаях окраски мозга животного, убитого декапитацией после предварительно экспериментально вызванного отека мозга.

В этом случае сродство к кислому фуксину обнаруживают не только эритроциты, но и основная парапластическая субстанция, красящаяся тем интенсивнее, чем более изменено ее химическое состояние в сторону закисления. В основной субстанции обнаруживается окрашенная зернистость, которая возможно и обусловливает окрашивание парапластиче-ского вещества При сильно выраженных отечных состояниях мозговой ткани, подтверждаемых и другими гистологическими методами, окрашиваются нервные клетки, нервные волокна в белом веществе, а также стенка сосуда и отчасти плазма, содержащаяся в нем. Таким образом, применение этого метода позволяет судить не только о количестве заполненных кровью сосудов, но в определенных случаях и о физиологическом состоянии мозгового вещества перед смертью животного. Этот метод оказался также чрезвычайно удобным для выявления кровоизлияний различной давности.

Для устранения недостатков и дополнения описанных методов и обычных методов гистологической обработки, употреблявшихся нами (окраска гематоксилин-эозином, методы Ниссля, Кахаля, Гортега, Мас-сона и др.), нами была разработана специальная методика.

Предложенный нами метод выявления сосудисто-капиллярной сети мозга в кратких чертах заключается в следующем.

При температуре, равной 14—17°. мозг вынимается из черепа де-капитированного животного через 2 часа после смерти. При более высокой комнатной температуре вскрытие делается через 1/2—1 час. Во время вскрытия принимаются все меры предосторожности для избежания сдав-ления мозга. В банке с формалином мозг кладется на вату. Соотношения между объемом формалина и объемом мозга приблизительно равняются 1 : 5. На следующий день формалин обязательно меняется. После пятидневной фиксации мозг разрезается на куски в желаемой плоскости, обычно не толще 1 см. Формалин при этом снова меняется. Разведение формалина должно быть различным в зависимости от вида и возраста животного (от 5 до 10%). Фиксация производится при температуре 17—20° в банках с доступом воздуха.

Для импрегнации сосудисто-капиллярной сети берутся куски мозга толщиной в 1 см через одно или оба полушария головного мозга, через зесь мозжечок, варолиев мост или весь продолговатый мозг. В течение двух суток взятые куски промываются в проточной воде, а затем еще сутки в дестиллированной воде, которая меняется через 3—5 часов.

В дальнейшем материал переносится в раствор 2% двухромовокислого каЛИЯ (на 100 см3 этого раствора прибавляется1 см2 40% формалина). В указанных растворах кусочек мозга остается в продолжение 2—3 дней. Раствор каждый день меняется. Затем куски мозга помещаются в 2% раствор двухромовокислого калия, в котором они находятся также 2—3 дня.

Как и предыдущий, этот раствор ежедневно меняется. При проведении материала через тот и другой растворы необходимо держать банки в полной темноте и несколько приоткрывать их для доступа воздуха. После проведения в двухромовокислом калии кусочки мозга в течение 1 часа промываются в дестиллированной воде и помещаются в 3—4% раствор азотнокислого серебра. В последнем они лежат на рассеянном свету в полузакрытых банках.

Дальше следует обычная заливка в целлоидин (в темноте), производимая очень медленно, во избежание разрывов сосудов и капилляров в мозгу. Залитые в целлоидин куски мозга режутся толщиной по 150—300 м, тщательно просветляются и накрываются покровным стеклом. В результате на белом или слегка желтоватом фоне оказывается импре-гнированной только сосудисто-капиллярная сеть мозга. Препараты хранятся в полной темноте.

При дефектах проводки фон может стать слабо или густо коричневым, поверхностные слои коры могут быть забиты кристаллами серебра, импрегнация сосудистой сети будет только местами. При уменьшении процента серебра и несоблюдении указанных условий проводки, наряду с сосудами, возможна импрегнация нервных клеток с их отростками, астроцитов, олигодендроглии, а иногда и гортеговской глии.

Нужно отметить, что предлагаемая нами методика пригодна лишь для выявления сосудисто-капиллярной сети головного и спинного мозга. Ввиду иного химического состава капилляров в других органах и тканях они не импрегнируются.

Как можно было видеть, в основу данной методики были положены принципы уже существующих импрегнационных методик. Известно, что на так называемых неудачных препаратах, обработанных серебром для импрегнации или только нервных клеток, или только какой-либо формы глии, местами можно видеть импрегнированными только капилляры.

Первой нашей задачей при выработке импрегнационной методики, выявляющей только капилляры мозга, было установление тех условий, которые необходимо было внести в существующие уже методики для того, чтобы импрегнировать только капилляры.

Второй задачей было добиться импрегнации капилляров не на отдельных срезах, а импрегнации целых кусков мозга для получения непрерывных серий срезов. Наконец, нужно было выработать метод, пригодный для работы с мозгом после обычной формалиновой фиксации. Это было необходимо для того, чтобы из одного и того же мозга можно было получить не только препараты с сосудисто-капиллярной сетью, но и препараты, обработанные другими методиками, выявляющими нервные клетки, волокна и глиозную ткань.

После длительного ряда исследований удалось выработать импре-тнационную методику с таким раствором серебря и такой предварительной обработкой мозговой ткани, чтобы можно было импрегнировать только одну капиллярную сеть мозга с артериями и венами.

Достоинства этого метода состоят в том, что для использования его не требуется специальной фиксации материала и возможна обработка мозга после обычной формалиновой фиксации. Но лучшие препараты получаются после фиксации в 5—6% формалине. Помимо того, для обработки предложенным нами методом могут быть использованы не только куски мозга новорожденных и взрослых животных и человека, но и мозг эмбрионов и даже целые эмбрионы.

Огромное преимущество метода импрегнации заключается в том, что серебрение сосудистой стенки дает возможность получить всю сосудистую сеть в целом, независимо от наполнения ее кровью и от степени расширения или сужения составляющих ее капилляров. Как свидетельствуют представленные в этой работе микрофотографии (рис. 86, 87, 88, 92, 94, 153 я т. д.), метод импрегнации выявляет расширенные, суженные, частично или полностью закрытые и даже строящиеся капилляры. Непрерывные серии срезов, из которых каждый имеет толщину 150—300 м, приготовленные из импрегнированных участков мозга, позволяют получить весьма точные данные относительно тонкого строения капиллярной сети мозга и таким образом составить представление о функционировании ее перед смертью животного. Наконец, нужно отметить широкие возможности фотографической документации с импрегнационных препаратов. В то же время эти возможности весьма ограничены при употреблении методов Эроса и Кэмпбелла, допускающих получение отчетливых фотографий лишь при плотном заполнении сосудов кровью и при отсутствии закрашивания парапластического вещества.

Последним обстоятельством и объясняется то, что основная масса микрофотографий, приведенных в данной работе, снята именно с импре-гнированных препаратов, приготовленных по методу Клосовского.

Однако, как и каждый метод, метод импрегнации имеет свои недостатки. Важнейший из них состоит в невозможности изучать тонкую структуру сосудистой стенки, импрегнированной серебром. К недостаткам его может быть отнесена также тщательность проводки материала и длительность ее для мозга взрослого животного и человека.

Все сказанное выше и побудило нас вести постоянную корреляцию полученных нашим методом данных другими методами гистологической обработки экспериментального материала.

Таким образом, разработав описанный выше метод импрегнации, позволявший выявлять сосудисто-капиллярную сеть мозга полностью и дополнив его другими методами гистологической обработки, мы получили возможность изучать физиологическое состояние мозга в более широких пределах, чем это могли сделать другие исследователи. Результаты исследований, ведущихся в этом направлении, будут изложены в специальном труде.

Глава XI. Соотношения между нервными клетками и капиллярами

Интимное взаимоотношение нервных клеток и капилляров представ-ляет собой наиболее важный и интересный вопрос проблемы циркуляции крови в мозгу. До настоящего времени исчерпывающего ответа на этот вопрос не существовало, вследствие отсутствия методов, допускающих одновременное изучение клеточного я сосудистого строения головного мозга. Для того чтобы понять характер взаимодействия нервной клетки с окружающими ее капиллярами, необходимо получить ва одном и том же препарате оба компонента нервной ткани.

Существующие методы гистологической обработки позволяют выявлять и изучать в деталях только нервную клетку или капилляр. Попытки дополнить один метод другим пока не дали вполне удовлетворительных результатов. В самом деле, изучение клеточного строения нервной ткани требует гистологических срезов, не превышающих 30 м, но на срезах указанной толщины утрачивается трехмерное расположение сосудистой сети. При выявлении сосудистой сети моага с наибольшей полнотой на препаратах толщиной в 150—300 м дополнительная окраска с целью получения нервных клеток делает невозможным дальнейшее исследование вследствие совершенной непрозрачности (препарата. Пригодными для изучения взаимоотношений клеток и капилляров являются препараты с полностью представленной сосудисто-капиллярной сетью, на которых иногда оказываются импрегнированными также отдельные нервные клетки или группы их.

Среди серий препаратов, обработанных предложенным нами методом импрегнации сосудистой стенки серебром, можно найти такие, в отдельных участках которых оказываются выявленными одиночные нервные клетки, а иногда даже группы клеток. Воспользовавшись такими препаратами, мы прежде всего обратили внимание на взаимодействие капилляров я больших пирамидных нелегок коры.

На рис. 156, а, б, в, г видна одна из таких клеток, располагающаяся в капиллярной петле. Рассмотрение этих микрофотографий позволяет отметить, что при фотографирований до известной степени искажается диаметр капилляров, лежащих в различных плоскостях. Кажется, что капилляры, находящиеся в фокусе, имеют больший диаметр по сравнен нию с капиллярами, расположенными вне фокуса. Кроме того, при фокус -ном фотографировании почти полиостью исчезает представление о пространственном расположении сосудисто-капиллярной сети в мозгу. Указанные недостатки фотографической документации побудили нас дополРис. 156, а, 6. Микрофотографии, иллюстрирующие расположение пирамидных клеток коры полушарий головного мозга в капиллярной петле. Импрегнация по методу Б. Н. Клосовского. Увеличение 400, 800.

Рис. 156, в, г. Микрофотографии, иллюстрирующие расположение пирамидных клеток коры полушарий головного мозга в капиллярной петле. Импрегнация по методу Б. Н. Клосовского. Увеличение 400 и 800.

нить и расширить ее с помощью рисунка. Мы зарисовывали пирамидную клетку со всеми ее отростками и окружающие клетку капилляры при каждом повороте микрометрического винта. При этом с возможной точностью отмечались диаметры капилляров и положение капилляров в отношении нервной клетки. При сравнении сделанных таким образом рисунков между собой нас поразило исключительное однообразие в от-ношении расположения капилляров возле большой пирамидной клетки. На рис. 157 видно, как капилляр огибает тело клетки в виде опирали. При этом капилляр вначале располагается возле одной из сторон клетки, затем, изгибаясь, переходит на другую ее сторону и оставляет тело нервной клеши при переходе ее в верхушечный отросток. Капилляр плотно Рис. 157. Соотношение между большими пирамидными клетками артериальными и венозными капиллярами.

коры и приложит к телу клетки. На том же рис. 157 видно, что в основании клетки проходит другой капилляр с несколько большим по сравнению с первым диаметром. Этот капилляр идет на некотором расстоянии от тела клетки, причем часть отростков последней находится Во одну сторону капилляра, часть — по другую. Благодаря характерному расположению этого капилляра, пирамидная клетка коры головного мозга как бы лежит своим основанием на этом капилляре.

Прослеживая дальнейший ход таких капилляров, мы в некоторых случаях могли ясно видеть, что капилляр, окружающий клетку в виде спирали, является артериальным, так как он представляет собой капиллярное продолжение артерии. Капилляр, лежащий в основании клетки, является продолжением венозного сосуда и, таким образом, может быть назван венозным. Эти морфологические данные делают возможным предположение о поляркости пирамидной клетки — одной из наиболее диференцированных клеток коры полушарий головного мозга. Полярность пирамидной клетки является результатом того, что обмен в ней имеет определенную направленность. Надо думать, что участии тела пирамидной клетки, прилежащие к артериальному капилляру, представляют собой место, где происходит интенсивное поглощение кислорода.

Рис. 158. Соотношение между распределением нисслевской зернистости и пигмента в теле большой пирамидной клетки коры и капиллярами вокруг нее.

Напротив, в тех участках клетки, которые располагаются вблизи венозного капилляра, по всей вероятности, происходит отдача продуктов обмена веществ.

Если обратиться к особенностям тонного внутреннего строения большой пирамидной клетки коры больших полушарий, как оно выявляется на препаратах, окрашенных по методике Ниссля, то, согласно всем исследователям, пирамидная клетка асимметрична по своему (внутреннему строению. В качестве примера приводим рисунок (ряс. 158) большой пирамидной нервной клетки, взятый нами из руководства по неврологии с окружающими ее капиллярами, нанесенными на рисунок в соответствии с данными наших исследований. На этом рисунке видно, что нисслевская зернистость распределена в теле клетки неравномерно. Наибольшее скопление хроматиновых глыбок отмечается справа от ядра, где к тому же интенсивность окрашивания хроматиновых глыбок значительно выражена. Снизу от ядра вместо хроматина отмечается скопление пигмента липофусцина. В месте отхождения от клетки аксона конусообразное расширение тела клетки совершенно лишено и хроматиновых глыбок, и пигмента.

При сравнении расположения тигроида и липофусцина в большой пирамидной нервной клетке коры с расположением капилляров вокруг нее (рис. 157 и 158) можно видеть, что наибольшее количество нисслев-ской зернистости будет наблюдаться в местах клеток, прилежащих к артериальному капилляру.

Ближе к основанию пирамидной клетки, где сосредоточивается пигмент липофусцин, а также находится большой участок, не содержащий ни пигмента, ни нисслевской зернистости (место отхождения аксона), проходит венозный капилляр.